Preview

Ветеринария сегодня

Расширенный поиск

Эффективность и безопасность лекарственных препаратов при лечении экспериментальных и спонтанных микоплазменных инфекций

https://doi.org/10.29326/2304-196X-2022-11-2-169-175

Полный текст:

Аннотация

Микоплазмозы  крупного и мелкого рогатого скота, свиней и птиц имеют широкое распространение и чаще всего проявляются в ассоциативной форме течения инфекционного процесса. Mycoplasma spp. вызывают воспалительные заболевания  органов дыхания, суставов и мозговых оболочек, кератоконъюнктивиты, маститы и эндометриты, аборты и рождение мертвого нежизнеспособного приплода. Этиотропная терапия микоплазменных инфекций заключается в назначении антибиотиков: энрофлоксацина, дифлоксацина, окситетрациклина, хлортетрациклина, доксициклина, тилозина, тилмикозина, тилвалозина, тиамулина, флорфеникола, линкомицина, спектиномицина, тулатромицина. Результаты исследований, опубликованные в различных источниках, показывают  высокую чувствительность  Mycoplasma synoviae и Mycoplasma gallisepticum к тетрациклинам,  тиамулину и тилвалозину.  Изоляты с повышенной устойчивостью к тилмикозину также резистентны к тилозину и линкомицину. Лечение респираторных инфекций ягнят, основными возбудителями  которых являются Mannheimia haemolytica и Mycoplasma, проходит успешно с применением  фторхинолонов, тилмикозина, тулатромицина, хлортетрациклина,  энрофлоксацина,  доксициклина и окситетрациклина. Изоляты Mycoplasma bovis в значительной  степени чувствительны к окситетрациклину, флорфениколу и тулатромицину, менее  выраженный  терапевтический  эффект оказывает  энрофлоксацин. При лечении респираторных заболеваний  молодняка  крупного рогатого скота, протекающих в ассоциации с Mycoplasma spp., эффективны тилмикозин  и окситетрациклин. Значительное терапевтическое действие при лечении пневмонии у поросят-отъемышей, экспериментально инфицированных Mycoplasma hyopneumoniae, оказывает тулатромицин и тилмикозин, заметно повышает лечебный эффект многократное (курсовое) применение энрофлоксацина. Тилмикозин эффективен в борьбе и с другими бактериальными инфекциями свиней (пастереллезом, стрептококкозом, гемофилезным полисерозитом, инфекционным атрофическим ринитом). Общая профилактика микоплазменных инфекций заключается в соблюдении ветеринарно-санитарных норм и осуществлении карантинных мероприятий в очаге инфекции.

Об авторах

В. А. Агольцов
Саратовский государственный аграрный университет имени Н.И. Вавилова
Россия

Агольцов Валерий Александрович - доктор ветеринарных наук, профессор, профессор кафедры болезней животных и ветеринарно-санитарной экспертизы Саратовского ГАУ.

410012, Саратов, Театральная площадь, 1.



Л. П. Падило
Саратовский государственный аграрный университет имени Н.И. Вавилова
Россия

Падило  Лариса Павловна - ассистент  кафедры  болезней животных и ветеринарно-санитарной экспертизы Саратовского ГАУ.

Саратов.



О. П. Бирюкова
Саратовский государственный аграрный университет имени Н.И. Вавилова
Россия

Бирюкова Оксана Петровна - кандидат ветеринарных  наук, доцент, доцент кафедры болезней животных и ветеринарно-санитарной   экспертизы   Саратовского ГАУ.

Саратов.



М. М. Лигидова
Саратовский государственный аграрный университет имени Н.И. Вавилова
Россия

Лигидова  Марьяна Мухамедовна - аспирант   кафедры болезней животных и ветеринарно-санитарной экспертизы Саратовского ГАУ.

Саратов.



Список литературы

1. Rosales R. S., Puleio R., Loria G. R., Catania S., Nicholas R. A. J. Mycoplasmas: Brain invaders? Res. Vet. Sci. 2017; 113: 56–61. DOI: 10.1016/j.rvsc.2017.09.006.

2. EI-Jakee J., Elshamy S., Hassan A.-W., Abdelsalam M., Younis N., El-Hady M. A., Eissa A. E. Isolation and characterization of Mycoplasmas from some moribund Egyptian fishes. Aquacult. Int. 2020; 28: 901–912. DOI: 10.1007/s10499-019-00502-2.

3. Morrow C. J., Kreizinger Z., Achari R. R., Bekő K., Yvon C., Gyuranecz M. Antimicrobial susceptibility of pathogenic mycoplasmas in chickens in Asia. Vet. Microbiol. 2020; 250:108840. DOI: 10.1016/j.vetmic.2020.108840.

4. Yadav J. P., Tomar P., Singh Y., Khurana S. K. Insights on Mycoplasma gallisepticum and Mycoplasma synoviae infection in poultry: a systematic review. Animal Biotechnology. 2021; DOI: 10.1080/10495398.2021.1908316.

5. Gerchman I., Levisohn S., Mikula I., Manso-Silván L., Lysnyansky I. Characterization of in vivo-acquired resistance to macrolides of Mycoplasma gallisepticum strains isolated from poultry. Vet. Res. 2011; 42 (1):90. DOI: 10.1186/1297-9716-42-90.

6. Bergonier D., Berthelot X., Poumarat F. Contagious agalactia of small ruminants: current knowledge concerning epidemiology, diagnosis and control. Rev. Sci. Tech. 1997; 16 (3): 848–873. DOI: 10.20506/rst.16.3.1062.

7. Ghanem M. E., Higuchi H., Tezuka E., Ito H., Devkota B., Izaike Y., Osawa T. Mycoplasma infection in the uterus of early postpartum dairy cows and its relation to dystocia and endometritis. Theriogenology. 2013; 79 (1): 180–185. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2012.09.027.

8. Bergonier D., Poumarat F. Agalactie contagieuse des petits ruminants: épidémiologie, diagnostic et contrôle = Contagious agalactia of small ruminants: epidemiology, diagnosis and control. Rev. Sci. Tech. 1996; 15 (4): 1431–1475. PMID: 9527414. (in French)

9. De Almeida J. F., do Nascimento E. R., de Almeida Pereira V. L., Barreto M. L., de Martino Campos C. A., de Azevedo E. O. Polimerase chain reaction (PCR) in the diagnosis of goat mycoplasmosis proceeding from cultures stored in glycerol. Rev. Bras. Med. Vet. 2007; 29 (2): 54–57.

10. Politis A. P., Vasileiou N. G. C., Ioannidi K. S., Mavrogianni V. S. Treatment of bacterial respiratory infections in lambs. Small Ruminant Research. 2019; 176: 70–75. DOI: 10.1016/j.smallrumres.2019.05.005.

11. Hegde Shivanand, Hegde Shrilakshmi, Spergser J., Brunthaler R., Rosengarten R., Chopra-Dewasthaly R. In vitro and in vivo cell invasion and systemic spreading of Mycoplasma agalactiae in the sheep infection model. Int. J. Med. Microbiol. 2014; 304 (8): 1024–1231. DOI: 10.1016/j.ijmm.2014.07.011.

12. Ambroset C., Pau-Roblot C., Game Y., Gaurivaud P., Tardy F. Identification and characterization of Mycoplasma feriruminatoris sp. nov. strains isolated from Alpine ibex: A 4th species in the Mycoplasma mycoides cluster hosted by non-domesticated ruminants? Front. Microbiol. 2017; 8:939. DOI: 10.3389/fmicb.2017.00939.

13. McKelvie J., Morgan J. H., Nanjiani I. A., Sherington J., Rowan T. G., Sunderland S. J. Evaluation of tulathromycin for the treatment of pneumonia following experimental infection of swine with Mycoplasma hyopneumoniae. Veterinary Therapeutics. 2005; 6 (2): 197–202. PMID: 16094566.

14. Tortorelli G., Carrillo Gaeta N., Mendonça Ribeiro B. L., Miranda Marques L., Timenetsky J., Gregory L. Evaluation of Mollicutes microorganisms in respiratory disease of cattle and their relationship to clinical signs. J. Vet. Intern. Med. 2017; 31 (4): 1215–1220. DOI: 10.1111/jvim.14721.

15. Dacak D., Petters J., Batista-Cirne L., Lucero M., Aliendre R., Guzmán J., Ordoñez R. Primer reporte de micoplasmosis en Procyon cancrivorus en cautiverio en Asunción, Paraguay. Rev. Inv. Vet. Perú. 2021; 32 (1):e19494. DOI: 10.15381/RIVEP.V32I1.19494.

16. Crossland N. A., DiGeronimo P. M., Sokolova Y., Childress A. L., Wellehan J. F. X. Jr, Nevarez J., Paulsen D. Pneumonia in a captive central bearded dragon with concurrent detection of helodermatid adenovirus 2 and a novel Mycoplasma species. Vet. Pathol. 2018; 55 (6): 900–904. DOI: 10.1177/0300985818780451.

17. Macêdo A. A. M., Oliveira J. M. B., Silva B. P., Borges J. M., Soares L. B. F., Silva G. M., et al. Occurrence of Mycoplasma bovigenitalium and Ureaplasma diversum in dairy cattle from to Pernambuco state, Brazil. Arq. Bras. Med. Vet. Zootec. 2018; 70 (6): 1798–1806. DOI: 10.1590/1678-4162-10132.

18. Al-Farha A. A., Hemmatzadeh F., Khazandi M., Hoare A., Petrovski K. Evaluation of effects of Mycoplasma mastitis on milk composition in dairy cattle from South Australia. BMC Vet. Res. 2017; 13 (1):351. DOI: 10.1186/s12917-017-1274-2.

19. Eissa S. I., Hassan A. M., Hashem Y. M., Shaker M. M. Comparative molecular study of Mycoplasma bovis isolates from Egyptian buffaloes and cows suffered from mastitis. European J. Biol. Sci. 2012; 4 (4): 114–120. DOI: 10.5829/idosi.ejbs.2012.4.4.6668.

20. Eissa S., Hashem Y., Abo-Shama U. H., Shaker M. Sequence analysis of three genes of Mycoplasma bovis isolates from Egyptian cattle and buffaloes. Microbiol. Res. J. Int. 2016; 14 (3): 1–10. DOI: 10.9734/BMRJ/2016/25014.

21. Fox L. K. Mycoplasma mastitis: causes, transmission, and control. Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 2012; 28 (2): 225–237. DOI: 10.1016/j.cvfa.2012.03.007.

22. Nicholas R. A., Ayling R. D. Mycoplasma bovis: disease, diagnosis, and control. Res. Vet. Sci. 2003; 74 (2): 105–112. DOI: 10.1016/s0034-5288(02)00155-8.

23. Pothmann H., Spergser J., Elmer J., Prunner I., Iwersen M., Klein-Jöbstl D., Drillich M. Severe Mycoplasma bovis outbreak in an Austrian dairy herd. J. Vet. Diagn. Invest. 2015; 27 (6): 777–783. DOI: 10.1177/1040638715603088.

24. Media releases on the Mycoplasma bovis response. Available at: https://www.biosecurity.govt.nz/protection-and-response/mycoplasma-bovis/resources-for-mycoplasma-bovis/media-releases.

25. Saraya T. The history of Mycoplasma pneumoniae pneumonia. Front. Microbiol. 2016; 7:364. DOI: 10.3389/fmicb.2016.00364.

26. Surýnek J., Vrtková I., Knoll A. Mycoplasma bovis was not detected in milk from dairy cattle in the Czech Republic. Acta Univ. Agric. Silvic. Mendelianae Brun. 2016; 64 (1): 165–168. DOI: 10.11118/actaun201664010165.

27. Arcangioli M. A., Chazel M., Sellal E., Botrel M. A., Bezille P., Poumarat F., et al. Prevalence of Mycoplasma bovis udder infection in dairy cattle: preliminary field investigation in southeast France. New Zealand Veterinary Journal. 2011; 59 (2): 75–78. DOI: 10.1080/00480169.2011.552856.

28. Bednarek D., Ayling R. D., Nicholas R. A., Dudek K., Szymańska-Czerwinska M. Serological survey to determine the occurrence of respiratory Mycoplasma infections in the Polish cattle population. Vet. Rec. 2012; 171 (2):45. DOI: 10.1136/vr.100545.

29. Calcutt M. J., Lysnyansky I., Sachse K., Fox L. K., Nicholas R. A. J., Ayling R. D. Gap analysis of Mycoplasma bovis disease, diagnosis and control: An aid to identify future development requirements. Transbound. Emerg. Dis. 2018; 65 (Suppl 1): 91–109. DOI: 10.1111/tbed.12860.

30. Step D. L., Kirkpatrick J. G. Mycoplasma infection in cattle. Pneumonia – arthritis syndrome. The Bovine Practitioner. 2001; 35 (2): 149–155. DOI: 10.21423/bovine-vol35no2p149-155.

31. Hendrick S. H., Bateman K. G., Rosengren L. B. The effect of antimicrobial treatment and preventive strategies on bovine respiratory disease and genetic relatedness and antimicrobial resistance of Mycoplasma bovis isolates in a western Canadian feedlot. Can. Vet. J. 2013; 54 (12): 1146–1156. PMID: 24293675.

32. Musser J., Mechor G. D., GröhnY.T., Dubovi E. J., Shin S. Comparison of tilmicosin with long-acting oxytetracycline for treatment of respiratory tract disease in calves. J. Am. Vet. Med.Assoc. 1996; 208 (1): 102–106. PMID: 8682696.

33. Robb E. J., Tucker C. M., Corley L., Bryson W. L., Rogers K. C., Sturgess K., et al. Efficacy of tulathromycin or enrofloxacin for initial treatment of naturally occurring bovine respiratory disease in feeder calves. Veterinary Therapeutics. 2007; 8 (2): 127–135. PMID: 17616947.

34. Greene C. E., Chalker V. J. Nonhemotropic Mycoplasmal, Ureaplasmal and L-Form Infections. In: Infectious diseases of the Dog and Cat. Ed. C. E. Greene. 4th ed. St Louis: Elsevier Inc.; 2011; 319–325.

35. Haapala V., Pohjanvirta T., Vähänikkilä N., Halkilahti J., Simonen H., Pelkonen S., et al. Semen as a source of Mycoplasma bovis mastitis in dairy herds. Vet. Microbiol. 2018; 216: 60–66. DOI: 10.1016/j.vetmic.2018.02.005.

36. Clark L. K., Wu C. C., Alstine W. G., Knox K. E. Evaluation of the effectiveness of a macrolide antibiotic on reduction of respiratory pathogens in 12-day and 21-day weaned pigs. J. Swine Health Prod. 1998; 6 (6): 257–262.

37. Mosier D. Review of BRD pathogenesis: the old and the new. Anim. Health Res. Rev. 2014; 15 (2): 166–168. DOI: 10.1017/S1466252314000176.

38. Mustafa R., Qi J., Ba X., Chen Y., Hu C., Liu X., et al. In vitro quinolones susceptibility analysis of Chinese Mycoplasma bovis isolates and their phylogenetic scenarios based upon QRDRs of DNA topoisomerases revealing a unique transition in ParC. Pak. Vet. J. 2013; 33 (3): 364–369.

39. Zhang X. H., Pan J. Z., Wu N., Tang S., Lei X. D., Sun Y. Y. et al. Investigation of the efficiency and safety of tilmicosin phosphate in treating experimental mycoplasmal infections in pigs. Turk. J. Vet. Anim. Sci. 2018; 42 (6): 571–580. DOI: 10.3906/vet-1804-76.

40. MacInnes J. I., Paradis M. A., Vessie G. H., Slavic L., Watson S., Wilson J. B., et al. Efficacy of prophylactic tilmicosin in the control of experimentally induced Haemophilus parasuis infection in pigs. J. Swine Health Prod. 2003; 11 (4): 174–180.

41. Olson L. B., Bäckström L. R. The effect of tilmicosin in minimizing atrophic rhinitis, pneumonia, and pleuritis in swine. J. Swine Health Prod. 2000; 8 (6): 263–268.


Рецензия

Для цитирования:


Агольцов В.А., Падило Л.П., Бирюкова О.П., Лигидова М.М. Эффективность и безопасность лекарственных препаратов при лечении экспериментальных и спонтанных микоплазменных инфекций. Ветеринария сегодня. 2022;(2):169-175. https://doi.org/10.29326/2304-196X-2022-11-2-169-175

For citation:


Agoltsov V.A., Padilo L.P., Biryukova O.P., Ligidova M.M. Effectiveness and safety of therapeutics used for treatment of experimental or spontaneous Mycoplasma infections. Veterinary Science Today. 2022;(2):169-175. https://doi.org/10.29326/2304-196X-2022-11-2-169-175

Просмотров: 63


Creative Commons License
Контент доступен под лицензией Creative Commons Attribution 4.0 License.


ISSN 2304-196X (Print)
ISSN 2658-6959 (Online)