Влияние мезенхимных стволовых клеток на сперму животных при хранении

Мезенхимные стволовые клетки известны человечеству с середины ХХв. Входе проведенного всестороннего изучения выявлен их высокий биологически активный потенциал. Показана возможность образовывать несколько видов тканей организма. Стволовые клетки, как и любые другие, оказывают свое воздействие на окружающие клетки и ткани путем выделения внеклеточных везикул. Внеклеточные везикулы стволовых клеток обладают биологической активностью родительских клеток. Принимая во внимание регенеративный потенциал мезенхимных стволовых клеток, в настоящее время их применяют в медицине, а также в ветеринарии для лечения различных травм животных-компаньонов. Были проведены исследования по изучению влияния мезенхимных стволовых клеток на сперматозоиды хряка и крысы при хранении в течение 12 ч. Согласно полученным результатам, мезенхимные стволовые клетки свиньи способствуют выживанию сперматозоидов хряка и сохранению их подвижности на 60–80% (в зависимости от растворителя) по сравнению с контролем в течение 12 ч соинкубирования. Однако такого значительного эффекта не наблюдали при соинкубировании сперматозоидов крыс с мезенхимными стволовыми клетками крысы. Но необходимо отметить, что до 3-го ч соинкубирования подвижность сперматозоидов в опыте была выше, чем в контроле. К 5-му ч наблюдения эта разница нивелировалась. Вероятно, сперматозоиды крысы и хряка имеют различные физиологические особенности, которые отразились на полученных результатах. Таким образом, показана возможность использования мезенхимных стволовых клеток для хранения и, возможно, криоконсервации спермы некоторых животных, но для этого требуется проведение дальнейших исследований.

1. Епишина Т. М. Эффективность стимуляции эструса у свиней с помощью физических факторов. Зоотехния. 2009; 2: 29–30. EDN: JXDGUD.

2. Ерохин А., Епишина Т., Федина Н. Влияние бычьего сывороточного альбумина на фертильность охлажденного семени хряков. Свиноводство. 2007; 4: 26–27. EDN: IBOJAR.

3. Медведев Г. Ф., Гавриченко Н. И., Будевич А. И. Разбавитель для среднесрочного хранения спермы хряков. Актуальные проблемы интенсивного развития животноводства. 2011; 14 (2): 314–320. EDN: RUHIEX.

4. Исаев Д. А., Захарова Е. Е., Капралова И. В., Кривохарченко И. С., Картавенко Т. В., Михайловская Г. В. и др. Краткосрочное хранение спермы без замораживания в программах ЭКО/ИКСИ. Проблемы репродукции. 2015; 21 (4): 65–70. DOI: 10.17116/repro201521465-70.

5. MeekS., MashimoT., BurdonT. From engineering to editing the rat genome. Mamm. Genome. 2017; 28 (7–8): 302–314. DOI: 10.1007/s00335-017-9705-8.

6. Neff E. P. Rats on the rise. Lab. Anim (NY). 2021; 50 (8): 205–208. DOI: 10.1038/s41684-021-00812-0.

7. ZakirovaE. Yu., ValeevaA. N., AimaletdinovA. M., NefedovskayaL. V., Akhmetshin R. F., Rutland C. S., RizvanovA. A. Potential therapeutic application of mesenchymal stem cells in ophthalmology. Exp. Eye Res. 2019; 189:107863. DOI: 10.1016/j.exer.2019.107863.

8. JiménezA. J. V., GuerreroF. F. Células madre mesenquimales como nueva terapia en dermatología: conceptos básicos. Revista Clínica de Dermatología Veterinaria. 2017; 9: 8–18. Режим доступа: https://immunestem.com/wp-content/uploads/2021/02/18.-TERAPIA-CELULAR-EN-DERMATOLOGIA.pdf.

9. Salikhov R. Z., Masgutov R. F., Chekunov M. A., Tazetdinova L. G., Masgutova G., TeplovO. V.,etal. The stromal vascular fraction from fat tissue in the treatment of osteochondral knee defect: case report. Front. Med. (Lausanne). 2018; 5:154. DOI: 10.3389/fmed.2018.00154.

10. Wang Y., Yi H., Song Y. The safety of MSC therapy over the past 15 years: a meta-analysis. Stem Cell Res. Ther. 2021; 12 (1):545. DOI: 10.1186/s13287-021-02609-x.

11. Zakirova E. Yu., Aimaletdinov A. M., Malanyeva A. G., Rutland C. S., Rizvanov A. A. Extracellular vesicles: new perspectives of regenerative and reproductive veterinary medicine. Front. Vet. Sci. 2020; 7:594044. DOI: 10.3389/fvets.2020.594044.

12. QamarA. Y., HussainT., RafiqueM. K., BangS., TangaB. M., Seong G., et al. The role of stem cells and their derived extracellular vesicles in restoring female and male fertility. Cells. 2021; 10 (9):2460. DOI: 10.3390/cells10092460.

13. GadeN.E., NathA., PratheeshM.D., DubeyP.K., Amarpal, KumarG.S., Sharma G. T. Stem cell therapy in animal sciences – a review. Agricultural Reviews. 2012; 33 (2): 150–158. ArticleID:ARCC575.

14. BogersS.H. Cell-based therapies for joint disease in veterinary medicine: what we have learned and what we need to know. Front. Vet. Sci. 2018; 5:70. DOI: 10.3389/fvets.2018.00070.

15. Закирова Е. Ю., Аймалетдинов А. М., Тамбовский М. А., Ризванов А. А. Сравнительная характеристика линий мезенхимных стволовых клеток различных видов животных. Цитология. 2021; 63 (2): 139–146. DOI: 10.31857/S0041377121020097.

16. DiasI.E., PintoP.O., BarrosL.C., ViegasC.A., DiasI.R., CarvalhoP.P. Mesenchymal stem cells therapy in companion animals: useful for immune-mediated diseases? BMC Vet. Res. 2019; 15(1):358. DOI:10.1186/s12917-019-2087-2.

17. Naumenko E., ZakirovaE., GuryanovI., AkhatovaF., SergeevM., ValeevaA., FakhrullinR. F. Сomposite biodegradable polymeric matrix doped with halloysite nanotubes for the repair of bone defects in dogs. Clays Clay Minerals. 2021; 69: 522–532. DOI: 10.1007/s42860-021-00152-7.

18. QamarA. Y., FangX., KimM. J., ChoJ. Improved viability and fertility of frozen-thawed dog sperm using adipose-derived mesenchymal stem cells. Sci. Rep. 2020; 10 (1):7034. DOI: 10.1038/s41598-020-61803-8.

19. Mahiddine F. Y., Kim J. W., Qamar A. Y., Ra J. C., Kim S. H., Jung E. J., KimM. J. Conditioned medium from canine amniotic membrane-derived mesenchymal stem cells improved dog sperm post-thaw quality-related parameters. Animals (Basel). 2020; 10 (10):1899. DOI: 10.3390/ani10101899.

20. Александрова Н. М., Аймалетдинов А. М., Маланьева А. Г., Тамбовский М. А., Ризванов А. А., Закирова Е. Ю. Особенности индукции остеодифференцировки мезенхимных стволовых клеток адипогенного происхождения in vitro. Биотехнология. 2022; 38 (4): 72–79. DOI: 10.56304/S0234275822040032.

21. КомлацкийВ.И., ВеличкоЛ.Ф., ВеличкоВ.А. Биология и этология свиней: учебное пособие. Краснодар: КубГАУ; 2017. 130 с.

22. SimonL., LewisS. E. M. Sperm DNA damage or progressive motility: which one is the better predictor of fertilization invitro. Syst. Biol. Reproduct. Med. 2011; 57 (3): 133–138. DOI: 10.3109/19396368.2011.553984.

23. Гливанская О. И., Богданович Д. М. Зависимость качества спермы от концентрации биостимулятора в разбавителе в технологии искусственного осеменения свиней. Таврический научный обозреватель. 2016; 5–2 (10): 199–202. EDN: WCKXRP.

24. TonguE. A. O., SegabinazziL. G. T. M., AlvarengaM. L., Monteiro A., Papa F. O., AlvarengaM. A. Allogenic mesenchymal stem cell-conditioned medium does not affect sperm parameters and mitigates early endometrial inflammatory responses in mares. Theriogenology. 2021; 15 (169): 1–8. DOI: 10.1016/j.theriogenology.2021.03.019.

25. AgrawalP., MagargeeS. F., HammerstedtR. H. Isolation and characterization of the plasma membrane of rat cauda epididymal spermatozoa. J. Androl. 1988; 9 (3): 178–189. DOI: 10.1002/j.1939-4640.1988.tb01031.x.

26. ShanS., XuF., HirschfeldM., BrenigB. Sperm lipid markers of male fertility in mammals. Inter. J. Mol. Sci. 2021; 22 (16):8767. DOI: 10.3390/ijms22168767.

27. Kotwicka M., JendraszakM., Skibinska I., JedrzejczakP., PawelczykL. Decreased motility of human spermatozoa presenting phosphatidylserine membrane translocation-cells selection with the swim-up technique. Hum. Cell. 2013; 26 (1): 28–34. DOI: 10.1007/s13577-011-0024-1.

28. Varisli O., Agca C., Agca Y. Short-term storage of rat sperm in the presence of various extenders. J. Am. Assoc. Lab. Anim. Sci. 2013; 52 (6): 732–737. PMID: 24351761.

29. MokarizadehA., RezvanfarM. A., Dorostkar K., AbdollahiM. Mesenchymal stem cell derived microvesicles: trophic shuttles for enhancement of sperm quality parameters. Reprod. Toxic. 2013; 42: 78–84. DOI: 10.1016/j.reprotox.2013.07.024.

30. SaadeldinI.M., KhalilW.A., AlharbiM.G., LeeS.H. The current trends in using nanoparticles, liposomes, and exosomes for semen cryopreservation. Animals (Basel). 2020; 10(12):2281. DOI: 10.3390/ani10122281.

31. QamarA. Y., FangX., KimM. J., ChoJ. Improved post-thaw quality of canine semen after treatment with exosomes from conditioned medium of adipose-derived mesenchymal stem cells. Animals. 2019; 9 (11):865. DOI: 10.3390/ani9110865.

32. FerroF., SpelatR., ShawG., DuffyN., IslamM. N., O’SheaP. M., etal. Survival/adaptation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells after long-term starvation through selective processes. Stem Cells. 2019; 37 (6): 813–827. DOI: 10.1002/stem.2998.

33. Bahr M. M., Amer M. S., Abo-El-Sooud K., Abdallah A. N., El-Tookhy O. S. Preservation techniques of stem cells extracellular vesicles: a gate for manufacturing of clinical grade therapeutic extracellular vesicles and long-term clinical trials. Int. J. Vet. Sci. Med. 2020; 8 (1): 1–8. DOI: 10.1080/23144599.2019.1704992.