Филогенетический анализ дерматофитов, выделенных от мелких домашних животных

Дерматофитозы – широко распространенные во всем мире заболевания кожи и ее производных, чаще всего вызываемые грибами родов Microsporum и Trichophyton. Идентификация вида возбудителя имеет большое эпидемиологическое значение, а также необходима для проведения эффективной терапии. Цель исследований – идентификация и филогенетический анализ дерматофитов, выделенных от собак и кошек на территории Республики Казахстан и Российской Федерации, с помощью молекулярных методов. Видовая принадлежность изолятов грибов была подтверждена секвенированием по двум парам праймеров внутреннего транскрибируемого спейсерного участка (internal transcribedspacer, ITS) рДНК, что позволило депонировать их в базу данных GenBank. На основании результатов секвенирования были идентифицированы Microsporum canis (12 штаммов) и Trichophytonbenhamiae (2 штамма). Проведен анализ нуклеотидных последовательностей и построены филогенетические деревья с учетом результатов идентификации дерматофитов по двум парам праймеров. Построение филогенетического дерева, основанное на отражении родственных связей дерматофитов, показало, что, независимо от использования разных пар праймеров, возбудители рода Microsporum и Trichophyton во всех случаях достоверно распределены по разным кладам. Анализ структур фрагментов последовательности ITS4F/ITS5R позволил выявить генетическое родство штаммов Trichophytonbenhamiae, впервые выделенных от кошек на территории России, с российским штаммом, изолированным от морской свинки. Сравнительный анализ геномов грибов рода Microsporum и Trichophyton с референтными штаммами показал относительно невысокий уровень внутривидового полиморфизма и точечных мутаций последовательностей. В результате анализа данных был определен высокий процент гомологии нуклеотидных последовательностей, что позволяет использовать праймеры для проведения полимеразной цепной реакции в качестве диагностического теста при дерматофитозах кошек и собак. 

1. GräserY., ScottJ., Summerbell R. The new species conceptin dermatophytes – a polyphasic approach. Mycopathologia. 2008; 166 (5–6): 239–256. DOI: 10.1007/s11046-008-9099-y.

2. Ivaskiene M., Matusevicius A. P., Grigonis A., Zamokas G., Babickaite L. Efficacy oftopicaltherapy with newly developed terbinafine and econazole formulations in the treatment of dermatophytosis in cats. Pol. J. Vet. Sci. 2016; 19 (3): 535–543. DOI: 10.1515/pjvs-2016-0067.

3. Gordon E., Idle A., DeTar L. Descriptive epidemiology of companion animal dermatophytosis in a Canadian Pacific Northwest animal shelter system. Can. Vet. J. 2020; 61 (7): 763–770. PMID: 32655161.

4. Paryuni A. D., Indarjulianto S., Widyarini S. Dermatophytosis in companion animals: Areview. Vet. World. 2020; 13 (6): 1174–1181. DOI: 10.14202/ vetworld.2020.1174-1181.

5. Chupia V., Ninsuwon J., Piyarungsri K., Sodarat C., Prachasilchai W., SuriyasathapornW., Pikulkaew S. Prevalence of Microsporum canisfrom pet cats in small animal hospitals, Chiang Mai, Thailand. Vet. Sci. 2022; 9 (1):21. DOI: 10.3390/vetsci9010021.

6. Ibrahim M. A., Abdel-Latef G. K., Abdel-Rahim M. M., Aziz S. A. A. A. Epidemiologic and molecular characterization of zoonotic dermatophytes from pet dogs and catsin Egypt. Adv. Anim. Vet. Sci. 2021; 9 (12): 2225–2233. DOI: 10.17582/journal.aavs/2021/9.12.2225.2233.

7. KiddS. E., WeldhagenG. F. Diagnosisofdermatophytes: frommicroscopy todirectPCR. MicrobiologyAustralia. 2022; 43 (1): 9–13. DOI: 10.1071/MA22005.

8. Kondori N., Tehrani P. A., Strömbeck L., Faergemann J. Comparison of dermatophyte PCR kit with conventional methods for detection of dermatophytes in skin specimens. Mycopathologia. 2013; 176 (3–4): 237–241. DOI: 10.1007/s11046-013-9691-7.

9. ChoiJ., Kim S. H. Agenome tree oflife forthe Fungi kingdom. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2017; 114 (35): 9391–9396. DOI: 10.1073/pnas.1711939114.

10. Остроумов Л. А., Садовая Т. Н., Беспоместных К. В. Филогенетический анализ типовых штаммов плесеней Roqueforti, Camemberti рода Penicillium. Техника и технология пищевых производств. 2010; 3 (18): 107–111. EDN: MVQESD.

11. Yamada S., Anzawa K., Mochizuki T. Molecular epidemiology of Microsporum canis isolated from japanese cats and dogs, and from pet owners by multilocus microsatellite typing fragment analysis. Jpn. J. Infect. Dis. 2022; 75 (2): 105–113. DOI: 10.7883/yoken.JJID.2020.809.

12. Jarjees K. I., IssaN. A. Firststudy on molecular epidemiology of dermatophytosisin cats, dogs, and their companionsin the Kurdistan region ofIraq. Vet. World. 2022; 15 (12): 2971–2978. DOI: 10.14202/vetworld.2022.2971-2978.

13. Katiraee F., Kouchak Kosari Y., Soltani M., Shokri H., Hassan Minooieanhaghighi M. Molecular identification and antifungal susceptibility patterns of dermatophytes isolated from companion animals with clinical symptoms of dermatophytosis. J. Vet. Res. 2021; 65 (2): 175–182. DOI: 10.2478/jvetres-2021-0020.

14. White T. J., Bruns T., Lee S., TaylorJ. Amplification and directsequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. In: PCR protocols: A guide to methods and applications. Ed. by M. A. Innis, D. H. Gelfand, J. J. Sninsky, T. J. White. New York: Academic Press; 1990; 315–322. DOI: 10.1016/ B978-0-12-372180-8.50042-1.

15. Saitou N., Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees. Mol. Biol. Evol. 1987; 4 (4): 406–425. DOI: 10.1093/oxfordjournals.molbev.a040454.

16. Tamura K., Nei M., Kumar S. Prospects for inferring very large phylogenies by using the neighbor-joining method. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004; 101 (30): 11030–11035. DOI: 10.1073/pnas.0404206101.

17. Tamura K., Stecher G., Kumar S. MEGA11: Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 11. Mol. Biol. Evol. 2021; 38 (7): 3022–3027. DOI: 10.1093/molbev/msab120.

18. Smagulova А. М., Kukhar Ye. V., Glotova Т. I., Glotov A. G., Kim A. S. First record of Trichophyton benhamiae isolated from domestic cats in Russia. Med. Mycol. Case Rep. 2023; 40: 16–21. DOI: 10.1016/j.mmcr.2023.01.001.