Методы отбора крови для выявления антител к вирусу африканской чумы свиней у диких кабанов и домашних свиней в полевых условиях

Считается, что вследствие высокой вирулентности вируса африканской чумы свиней его циркуляция на территории Российской Федерации сопровождается низкой серопревалентностью. Однако ввиду длительного неблагополучия, внедрения в популяцию дикого кабана и появления ослабленных вариантов вируса повышается значимость серологических исследований, направленных на выявление антител к возбудителю болезни. Для cбора полевых образцов биологического материала от животных с целью проведения молекулярно-генетических, вирусологических и серологических исследований можно использовать фильтровальную бумагу, а также зонд-тампоны. Специфичность и чувствительность твердофазного иммуноферментного анализа при исследовании образцов крови, нанесенной на фильтровальную бумагу, уступают результатам, получаемым при исследовании сыворотки крови, но тем не менее позволяют с успехом выявлять специфические антитела к вирусу африканской чумы свиней. Показана возможность использования фильтровальной бумаги, пропитанной кровью животных, для исследования методом иммуноблоттинга, однако оптимального результата удалось добиться при использовании иммунопероксидазного метода в сочетании с пробами, отобранными зонд-тампонами. При сравнении результатов твердофазного иммуноферментного анализа сывороток крови, полученных от домашних свиней (зараженных вирусом африканской чумы свиней изолятов Антоново 07/14 и Собинка 07/15), и крови, отобранной на фильтровальную бумагу при скарификации ушных вен, чувствительность составила 88,9%, специфичность – 90,6%. Однако использование иммунопероксидазного метода при исследовании образцов высушенной на зонд-тампоне крови показало 100%-е совпадение с иммуноферментным анализом, в то время как при исследовании сыворотки крови иммунопероксидазный метод превзошел иммуноферментный анализ по чувствительности. Следовательно, отбор крови с применением зонд-тампонов может быть рекомендован для проведения исследований после соответствующей валидации. Данный метод может быть особенно полезен для сбора информации об инфицированных диких кабанах, так как ее отсутствие делает невозможным применение эффективных стратегий эрадикации.

1. Груздев К. Н., Иголкин А. С., Рахманов А. М., Шевцов А. А. Африканская чума свиней в России: распространение и клинико-анатомическое проявление. Ветеринария сегодня. 2014; (4): 10–24. Режим доступа: https://www.elibrary.ru/item.asp?id=22445544.

2. Ремыга С. Г., Першин А. С., Шевченко И. В., Иголкин А. С., Шевцов А. А. Клинические и патологоанатомические изменения у диких европейских кабанов и домашних свиней при заражении вирусом африканской чумы свиней. Ветеринария сегодня. 2016; (3): 46–51. Режим доступа: https://veterinary.arriah.ru/jour/article/view/260.

3. Шевченко И. В., Ремыга С. Г., Першин А. С., Иголкин А. С., Рахманов А. М. Клинико-анатомическое проявление африканской чумы свиней при заражении разными методами вирусом, выделенным от дикого кабана. Современные проблемы патологической анатомии, патогенеза и диагностики болезней животных: материалы 18-й Международной научно-методической конференции. М.: МГАВМиБ им. К. И. Скрябина; 2014; 82–84. eLIBRARY ID: 22496854.

4. Schoder M. E., Tignon M., Linden A., Vervaeke M., Cay A. B. Evaluation of seven commercial African swine fever virus detection kits and three Taq polymerases on 300 well-characterized field samples. J. Virol. Methods. 2020; 280:113874. DOI: 10.1016/j.jviromet.2020.113874.

5. Chenais E., Depner K., Guberti V., Dietze K., Viltrop A., Ståhl K. Epidemiological considerations on African swine fever in Europe 2014–2018. Porcine Health Manag. 2019; 5:6. DOI: 10.1186/s40813-018-0109-2.

6. Marcon A., Linden A., Satran P., Gervasi V., Licoppe A., Guberti V. R0 estimation for the African swine fever epidemics in wild boar of Czech Republic and Belgium. Vet. Sci. 2019; 7 (1):2. DOI: 10.3390/vetsci7010002.

7. Груздев К. Н., Закутский Н. И., Диев В. И. Африканская чума свиней: современное состояние, эпизоотология и меры борьбы (аналитический обзор). Ветеринарный врач. 2017; 5: 3–8. Режим доступа: http:// vetvrach-vnivi.ru/attachments/5ac1ea7624c56.pdf.

8. Iglesias I., Montes F., Jesús Muñoz M., Arias M., Gogin A., Kolbasov D., de la Torre A. Role of wild boars and domestic pigs in the spread of African swine fever in the Russian Federation (2007–2013). 8th Annual EPIZONE Meeting, 23–25 September 2014 Copenhagen, Denmark. Режим доступа: https://www.epizone-eu.net/en/Home/Sitemap/Annual-meeting-1/Abstractbook-and-poster-abstracts.htm.

9. Макаров В. В., Гусев А. А., Гусева Е. В., Сухарев О. И., Коломыцев А. А. Природная очаговость африканской чумы свиней. Ветеринарная патология. 2011; 3: 9–18. Режим доступа: https://fsvps.gov.ru/fsvps-docs/ru/news/asf/asf_makarov/public2.pdf.

10. Фертиков В. И., Егоров А. Н., Тихонов А. Н., Колбасов Д. В., Хрипунов Е. М., Куриннов В. В. и др. Классическая и африканская чума свиней: стратегия профилактики в охотничьих угодьях России. Сельскохозяйственная биология. 2010; 4: 7–12. Режим доступа: https://www.agriscience.ru/pdf/0131-6397/2010/4/7-12.pdf.

11. Першин А. С., Шевченко И. В., Иголкин А. С., Жуков И. Ю., Власова Н. Н., Мануйлова О. А. Динамика антителообразования при экспериментальном заражении вирусом африканской чумы свиней. Ветеринария Кубани. 2019; 4: 3–7. DOI: 10.33861/2071-8020-2019-4-3-7.

12. Nurmoja I., Petrov A., Breidenstein C., Zani L., Forth J. H., Beer M., et al. Biological characterization of African swine fever virus genotype II strains from north-eastern Estonia in European wild boar. Transbound. Emerg. Dis. 2017; 64 (6): 2034–2041. DOI: 10.1111/tbed.12614.

13. Pershin A., Shevchenko I., Igolkin A., Zhukov I., Mazloum A., Aronova E., et al. Long-term study of the biological properties of ASF virus isolates originating from various regions of the Russian Federation in 2013–2018. Vet. Sci. 2019; 6 (4):99. DOI: 10.3390/vetsci6040099.

14. Cerbule A. R. Prevalence and age structure of African swine fever survivor animals in the wild boar population during the epidemic in Estonia: Final Thesis Curriculum in Veterinary Medicine. Tartu; 2020. Режим доступа: http://hdl.handle.net/10492/5775.

15. Mur L., Igolkin A., Varentsova A., Pershin A., Remyga S., Shevchenko I., et al. Detection of African swine fever antibodies in experimental and field samples from the Russian Federation: implications for control. Transbound. Emerg. Dis. 2016; 63 (5):e436–440. DOI: 10.1111/tbed.12304.

16. Rodríguez-Prieto V., Vicente-Rubiano M., Sánchez-Matamoros A., Rubio-Guerri C., Melero M., Martínez-López B., et al. Systematic review of surveillance systems and methods for early detection of exotic, new and re-emerging diseases in animal populations. Epidemiol. Infect. 2015; 143 (10): 2018–2042. DOI: 10.1017/S095026881400212X.

17. Цибезов В. В., Терехова Ю. О., Верховский О. А., Першин А. С., Власова Н. Н., Иголкин А. С. и др. Эффективность иммунохроматографической тест-системы для быстрого выявления вируса африканской чумы свиней. Ветеринария. 2015; 5: 58–64. eLIBRARY ID: 23527048.

18. Новиков А. А., Исаев Д. В., Павлов П. М., Дежкин А. В., Пантелеева О. А. Апробация экспресс-методов выявления возбудителей заболеваний охотничьих ресурсов в полевых условиях (АЧС). Состояние среды обитания и фауна охотничьих животных России и сопредельных территорий: материалы II Международной, VII Всероссийской научно-практической конференции (10–11 марта 2016 г.). Балашиха; 2016; 381–386.

19. Середа А. Д., Дубровская О. А., Иматдинов А. Р., Стрижакова О. М., Васильев А. П., Синдрякова И. П., Луницин А. В. Лабораторная диагностика хронической и бессимптомной форм африканской чумы свиней. Сельскохозяйственная биология. 2016; 51 (4): 459–466. DOI: 10.15389/ agrobiology.2016.4.459rus.

20. Куриннов В. В., Белянин С. А., Васильев А. П., Стрижакова О. М., Лыска В. М., Ногина И. В. и др. Экспериментальные и полевые исследования специфических антител в тканях органов у инфицированных вирусом АЧС домашних свиней и кабанов с острым течением болезни. Ветеринария Кубани. 2012; 4: 9–11. Режим доступа: http://vetkuban.com/num4_20124.html.

21. Pendergraph G. E., Pendergraph C. B. Handbook of Phlebotomy and Patient Service Techniques. 4th ed. Baltimore: Williams&Wilkins; 1998; 245 p.

22. Власов Г. С., Пономарева А. М., Полынцев Д. Г., Головаченко В. А., Фадин Д. В. Системы забора крови и интерференция в иммуноанализе. Клиническая лабораторная диагностика. 2007; 4: 24–29.

23. Vergne T., Guinat C., Petkova P., Gogin A., Kolbasov D., Blome S., et al. Attitudes and beliefs of pig farmers and wild boar hunters towards reporting of African swine fever in Bulgaria, Germany and the Western Part of the Russian Federation. Transbound. Emerg. Dis. 2016; 63 (2):e194–204. DOI: 10.1111/tbed.12254.

24. Blome S., Goller K. V., Petrov A., Dräger C., Pietschmann J., Beer M. Alternative sampling strategies for passive classical and African swine fever surveillance in wild boar – extension towards African swine fever virus antibody detection. Vet. Microbiol. 2014; 174 (3–4): 607–608. DOI: 10.1016/j.vetmic.2014.09.018.

25. Помелова В. Г., Быченкова Т. А., Бекман Н. И., Козлова Е. Г., Воробьева Н. Н., Фризен В. И. Тестирование антител к вирусу клещевого энцефалита с применением высушенной на фильтровальной бумаге крови. Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2008; 1: 50–55. eLIBRARY ID: 9943075.

26. Carlson J., Zani L., Schwaiger T., Nurmoja I., Viltrop A., Vilem A., et al. Simplifying sampling for African swine fever surveillance: Assessment of antibody and pathogen detection from blood swabs. Transbound. Emerg. Dis. 2018; 65 (1):e165–e172. DOI: 10.1111/tbed.12706.

27. Bang I. Mikromethoden zur Blutuntersuchung. In: Mikromethoden zur Blutuntersuchung. ed. by G. Blix. Munich: J. F. Bergmann-Verlag; 1922; 9–54. DOI: 10.1007/978-3-662-34421-7_1.

28. Curry P. S., Ribble C., Sears W. C., Orsel K., Hutchins W., Godson D., et al. Blood collected on filter paper for wildlife serology: evaluating storage and temperature challenges of field collections. J. Wildl. Dis. 2014; 50 (2): 308–321. DOI: 10.7589/2012-06-150.

29. Duncombe L., Commander N. J., Erdenlig S., McGiven J. A., Stack J. Investigating the use of protein saver cards for storage and subsequent detection of bovine anti-Brucella abortus smooth lipopolysaccharide antibodies and gamma interferon. Clin. Vaccine Immunol. 2013; 20 (11): 1669–1674. DOI: 10.1128/CVI.00033-13.

30. Wasniewski M., Barrat J., Combes B., Guiot A. L., Cliquet F. Use of filter paper blood samples for rabies antibody detection in foxes and raccoon dogs. J. Virol. Methods. 2014; 204: 11–16. DOI: 10.1016/j.jviromet.2014.04.005.

31. Randriamparany T., Kouakou K. V., Michaud V., Fernández-Pinero J., Gallardo C., Le Potier M. F., et al. African swine fever diagnosis adapted to tropical conditions by the use of dried-blood filter papers. Transbound. Emerg. Dis. 2016; 63 (4): 379–388. DOI: 10.1111/tbed.12295.

32. Каторкин С. А., Газаев И. Х., Кудряшов Д. А., Аронова Е. В., Бурдинская О. Н., Луницин А. В. и др. Использование «сухих пятен крови» для выявления ДНК вируса африканской чумы свиней с помощью полимеразной цепной реакции в режиме реального времени. Молекулярная диагностика – 2014: материалы VIII Всероссийской научно-практической конференции с международным участием (18–20 марта 2014 г.). Т. 2. М.: МБА; 452–453. eLIBRARY ID: 21410394.

33. Arya S. C. Stability of human immunodeficiency virus type 1 antibodies in whole blood-impregnated filter papers under various tropical conditions. J. Clin. Microbiol. 1993; 31 (3): 765–766. DOI: 10.1128/jcm.31.3.765-766.1993.

34. World Health Organization. Monitoring vaccine wastage at country level: guidelines for programme managers. WHO; 2005. Режим доступа: https://apps.who.int/iris/handle/10665/68463.

35. CEIV Farma. How to become CEIV Pharma Certified. Режим доступа: https://www.iata.org/contentassets/494bc14afd-934b0193735e9a47091d72/iata_ceiv-pharma_how20to20become20ceiv20pharma20certified.pdf.

36. GAVI Alliance. Report to the Programme and Policy Committee: GAVI’s supply chain strategy framework, 9–10 October 2013.